Taririnsäure

Strukturformel
Strukturformel von Taririnsäure
Allgemeines
Name	Taririnsäure
Andere Namen	6-Octadecinsäure (IUPAC) 18:1-delta-6a (Kurzschreibweise)
Summenformel	C18H32O2
Kurzbeschreibung	weißes Pulver,<ref name=":0" /> kristallin<ref name="Rau" />
Externe Identifikatoren/Datenbanken
CAS-Nummer Vorlage:CASRN ECHA-InfoCard PubChem 235711 ChemSpider 205669 DrugBank Wikidata [[:d:|]]
Eigenschaften
Molare Masse	280,45 g·mol−1
Aggregatzustand	fest<ref name="bernhard" />
Schmelzpunkt	49–50 °C,<ref name=":0" /><ref>J. A. Barve, F. D. Gunstone: Fatty acids, Part 33 The synthesis of all the octadecynoic acids and all the trans-octadecenoic acids. In: Chemistry and Physics of Lipids. Band 7, Nr. 4, Dezember 1971, S. 311–323, doi:10.1016/0009-3084(71)90009-0. </ref><ref name="DOI10.1039/JR9650000894">D. E. Ames, A. N. Covell, T. G. Goodburn: 164. Syntheses of long-chain acids. Part VI. Acetylenic acids and cis,cis-docosa-5,13-dienoic acid. In: Journal of the Chemical Society. 1965, S. 894, doi:10.1039/JR9650000894. </ref> 50–51 °C<ref name="Rau">H. M. Rauen: Biochemisches Taschenbuch. Zweite Auflage, Erster Teil, Springer, 1964, ISBN 978-3-642-85768-3. S. 395.</ref>
Siedepunkt	178–180 °C (40 Pa)<ref name="DOI10.1039/JR9650000894" />
Sicherheitshinweise
GHS-Gefahrstoffkennzeichnung keine Einstufung verfügbar<ref name="NV">Dieser Stoff wurde in Bezug auf seine Gefährlichkeit entweder noch nicht eingestuft oder eine verlässliche und zitierfähige Quelle hierzu wurde noch nicht gefunden.</ref>
Wenn nicht anders vermerkt, gelten die angegebenen Daten bei Standardbedingungen (0 °C, 1000 hPa).

Die Taririnsäure ist eine ungesättigte Fettsäure in der Gruppe der Alkinsäuren. Sie war im Jahr 1892 der erste nachgewiesene Naturstoff mit Dreifachbindung.<ref>M. Arnaud: Sur la constitution de l'acide taririque. In. Comt. Rend. 134, (1902), 473.</ref><ref>Robert E. Minto, Brenda J. Blacklock: Biosynthesis and function of polyacetylenes and allied natural products. In: Progress in Lipid Research. Band 47, Nr. 4, Juli 2008, S. 233–306, doi:10.1016/j.plipres.2008.02.002, PMID 18387369, PMC 2515280 (freier Volltext). </ref> Sie ist ein Isomer der Stearolsäure, von der sie sich nur durch die Position der Dreifachbindung unterscheidet. Andere Isomere, die jedoch statt einer Dreifachbindung zwei Doppelbindungen tragen, sind Linolsäure, Taxolensäure und Laballensäure.

Vorkommen

Taririnsäure kommt in spezifischen pflanzlichen Ölen und Fetten verestert mit Glycerin vor. Sie wurde erstmals 1892 aus dem Samenöl einer Picramnia-Art isoliert.<ref>M. A. Arnaud: Sur un novel acide gras non saturé de la série CnH2n-4O2. In: Compt. Rend. 114, (1892), 79.</ref> Weitere Nachweise erfolgten in Picramnia ramiflora (Syn.: Picramnia camboita) aus Brasilien,<ref>B. Grützner: Ueber einen krystallisirten Bestandtheil der Früchte von Picramnia camboita. In: Chemiker-Zeitung. 100, (1893), 1851.</ref> in Picramnia teapensis (Syn.: Picramnia carpinterae) aus Guatemala<ref>Cl. Grimme: Über einige seltene Ölfrüchte. In: Chemische Revue über die Fett- und Harzindustrie. 17, (1910), 156.</ref> und Picramnia antidesma (Syn.: Picramnia lindeniana) aus Mexiko.<ref>Cl. Grimme: Über das Fett von Picramnia lindeniana. In: Chemische Revue über die Fett- und Harzindustrie. 19, (1912), 51.</ref> Das Vorkommen von Taririnsäure als Hauptfettsäure gilt als Merkmal von Arten der Familie Picramniaceae<ref>R. Hänsel: 22. Lipide In: R. Hänsel, O. Sticher (Hrsg.): Pharmakognosie Phytopharmazie. 9. Auflage (2010), Springer, Heidelberg, ISBN 978-3-642-00962-4, S. 673–674, (eingeschränkte Vorschau in der Google-Buchsuche).</ref>, diverse Pricramnia-Arten enthalten bis zu 95 % Taririnsäure.<ref name="bernhard">Karl Bernhard, Kushal Yekundi, Ekkehard Kaempf: Das biologische Verhalten von Fettsäuren mit Dreifachbindung: III. Der Abbau der Taririnsäure. In: Helvetica Chimica Acta. Band 51, Nr. 2, Januar 1968, S. 373–376, doi:10.1002/hlca.19680510217. </ref> In Picramnia sellowii macht sie zum Beispiel etwa 85 % der Fettsäuren aus,<ref>G. F. Spencer, R. Kleiman, F. R. Earle, I. A. Wolff: The Trans-6 fatty acids of Picramnia sellowii seed oil. In: Lipids. Band 5, Nr. 3, März 1970, S. 285–287, doi:10.1007/BF02531458. </ref> in Alvaradoa amorphoides etwa 58 %.<ref>M. B. Pearl, R. Kleiman, F. R. Earle: Acetylenic acids of Alvaradoa amorphoides seed oil. In: Lipids. Band 8, Nr. 11, November 1973, S. 627–630, doi:10.1007/BF02533146. </ref>

Außerhalb dieser Familie kommt sie beispielsweise in Pentagonia gigantifolia vor,<ref name=":0">Xing-Cong Li, Melissa R. Jacob, Hala N. ElSohly, Dale G. Nagle, Troy J. Smillie, Larry A. Walker, Alice M. Clark: Acetylenic Acids Inhibiting Azole-Resistant Candida a lbicans from Pentagonia g igantifolia. In: Journal of Natural Products. Band 66, Nr. 8, 1. August 2003, S. 1132–1135, doi:10.1021/np030196r. </ref> in Stachys milanii<ref>G. Stojanovic, A. P. Ligon, A. Smelcerovic, J. Lazarevic, M. Spiteller, R. Palic: Fatty acids of Stachys milanii seeds. In: Chemistry of Natural Compounds. Band 43, Nr. 4, Juli 2007, S. 380–383, doi:10.1007/s10600-007-0143-9. </ref>, im Gewöhnlichen Andorn.<ref>Anna Ohtera, Yusaku Miyamae, Naomi Nakai et al.: Identification of 6-octadecynoic acid from a methanol extract of Marrubium vulgare L. as a peroxisome proliferator-activated receptor γ agonist. In: Biochemical and Biophysical Research Communications. Band 440, Nr. 2, Oktober 2013, S. 204–209, doi:10.1016/j.bbrc.2013.09.003. </ref> Taririnsäure wurde auch in mehreren Moosen und Lebermoosen nachgewiesen; in Calliergon cordifolium, im Bärlapp-Sichelmoos und im Quellmoos, im Untergetauchten Sternlebermoos und Pellia neesiana (Gattung Pellia).<ref>Valery M. Dembitsky, Tomas Rezanka: Distribution of acetylenic acids and polar lipids in some aquatic bryophytes. In: Phytochemistry. Band 40, Nr. 1, September 1995, S. 93–97, doi:10.1016/0031-9422(95)00188-D (elsevier.com [abgerufen am 18. August 2023]). </ref> Ebenso kommt sie in Moosen der Familie Dicranaceae<ref>Valery M. Dembitsky, Tomas Rezanka: Acetylenic fatty acids of the dicranaceae. In: Phytochemistry. Band 36, Nr. 3, Juni 1994, S. 685–689, doi:10.1016/S0031-9422(00)89797-6. </ref> vor.

Vielleicht kommt sie auch in Ballota cristata aus der Familie der Lippenblütler vor, dort wurde sie aber nicht eindeutig identifiziert.<ref>R. Tipirdamaz, A. Guvenc: Seed Fatty Acids Composition of Ballota cristata. In: Chemistry of Natural Compounds. Band 40, Nr. 3, Mai 2004, S. 291–292, doi:10.1023/B:CONC.0000039146.01339.53. </ref>

• Alvaradoa amorphoides
  Alvaradoa amorphoides
• Picramnia antidesma
  Picramnia antidesma
• Bärlapp-Sichelmoos
  Bärlapp-Sichelmoos

Gewinnung und Darstellung

Taririnsäure kann durch Reaktion von 1-Tridecin, 5-Brompentansäure und Lithiumamid in THF und flüssigem Ammoniak synthetisiert werden.<ref>D. E. Ames, A. N. Covell, T. G. Goodburn: 164. Syntheses of long-chain acids. Part VI. Acetylenic acids and cis,cis-docosa-5,13-dienoic acid. In: Journal of the Chemical Society (Resumed). 1965, S. 894, doi:10.1039/jr9650000894. </ref>

Die Synthese reiner Taririnsäure gelingt auch über Bromierung von Petroselinsäure und anschließende Dehydrobromierung mit Kaliumhydroxid, also Abspaltung von zwei Molekülen Bromwasserstoff.<ref name="bernhard" />

Eigenschaften

Taririnsäure übt eine stärkere Hemmwirkung auf Mikroorganismen aus als Petroselinsäure.<ref>Jon J. Kabara, Anthony J. Conley, Dennis M. Swieczkowski, I. A. Ismail, M. Lie Ken Jie, Frank D. Gunstone: Antimicrobial action of isomeric fatty acids on group A Streptococcus. In: Journal of Medicinal Chemistry. Band 16, Nr. 9, 1973, S. 1060–1063, doi:10.1021/jm00267a028. </ref> Sie wirkt selektiv und stark fungizid gegen Candida albicans.<ref name=":0" />

Metabolismus und Toxikologie

In einer Studie an Ratten wurden diese mit Taririnsäure gefüttert (entweder 35 g über 18 Tage oder 22 g über 7 Tage). Dabei traten keine negativen gesundheitlichen Effekte auf, aber der Einbau der Taririnsäure ins Körperfett (ca. 4,5 %) und in die Fette der Leber (ca. 0,7 %) konnte festgestellt werden.<ref name="bernhard" />

Nachweis

Der Nachweis und die Gehaltsbestimmung von Taririnsäure wie auch anderer Fettsäuren in Fetten wird in der Regel durch Gaschromatographie der Methylester durchgeführt; ergänzend kann eine Trennung der ungesättigten Fettsäuren mit Silbernitrat-Dünnschichtchromatographie erfolgen.<ref>B. Breuer, T. Stuhlfauth, H. P. Fock: Separation of Fatty Acids or Methyl Esters Including Positional and Geometric Isomers by Alumina Argentation Thin-Layer Chromatography. In: Journal of Chromatographic Science. 25, 1987, S. 302–306, doi:10.1093/chromsci/25.7.302.</ref>

Einzelnachweise

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